Hydrogen-based syntrophy in an electrically conductive biofilm anode

導電生物膜陽極中基于氫的合成

來源：《Chemical Engineering Journal》（2019年，第359卷）

論文總結

研究通過實驗和理論分析，深入探究了以丁酸鹽（n-butyrate）為底物的混合培養生物膜陽極中氫基互養作用（hydrogen-based syntrophy）與生物膜電導率的關系，揭示了電流產生的限制因素和微生物群落動態。以下是對論文的詳細總結。

摘要概括

摘要指出，丁酸鹽是外產電菌（exoelectrogens）最差的底物之一，但在以丁酸鹽喂養的生物膜陽極中，發現了高電導率（0.67 mS/cm）和顯著的氫基互養作用。溶解氫（H?）濃度隨電流增加而減少，表明H?在互養過程中被消耗。產乙酸菌（acetogens）如Sphaerochaeta和Treponema是主要的H?消費者，而Geobacter是優勢外產電菌。通過2-13C穩定同位素探測量化了產甲烷途徑，與微生物群落變化一致。研究證實，盡管生物膜具有高電導率，但細胞內電子傳輸是電流產生的主要限制因素，而非細胞外電子傳輸。

研究目的

本研究旨在解決以下核心問題：

揭示以丁酸鹽為底物的生物膜陽極中微生物互養相互作用（尤其是氫基互養）的機制和重要性。

量化生物膜的電導率，評估其對電流產生的影響，并識別電流限制步驟。

通過原位測量溶解氫濃度，驗證H?的生產和消耗在互養過程中的作用。

分析微生物群落結構，確定關鍵功能菌群（如外產電菌、產乙酸菌）的角色。

為優化微生物電化學細胞（MxCs）性能提供理論依據，特別是在處理發酵性底物時。

研究思路

研究采用多裝置實驗和多參數監測的系統策略：

實驗設計：使用四種微生物電化學細胞（MxC-1至MxC-4）進行實驗。MxC-1用于監測電流和揮發性脂肪酸（VFA）變化；MxC-2用于原位測量溶解氫濃度；MxC-3用于測量生物膜電導率；MxC-4用于測試H?作為電子供體的效果。所有MxCs在25°C下運行，陽極電位設定為-0.2 V vs. SHE。

參數監測：定期測量電流密度、VFA濃度（如丁酸鹽、乙酸）、溶解氫濃度（使用丹麥Unisense微電極）、生物膜電導率（使用兩探針法），并進行微生物群落分析（16S rRNA測序）。

動力學和熱力學分析：通過熱力學計算閾值H?濃度，評估丁酸鹽發酵的可行性；通過動力學模型分析電流產生限制步驟。

微生物分析：采集生物膜和懸浮細胞樣品，進行DNA提取和高通量測序，解析群落結構和功能。

數據關聯：將化學參數、電化學數據和微生物數據結合，闡釋互養機制和電流產生效率。

測量數據及其研究意義

以下列出關鍵測量數據、其來源（圖/表編號）及研究意義：

電流密度和VFA濃度數據（來源：Fig. 2）

數據：電流密度峰值達7.8-8.8 A/m2，丁酸鹽濃度逐漸減少，間歇性積累異丁酸鹽（i-butyrate）和乙酸（acetate）。

研究意義：表明丁酸鹽通過氧化產乙酸過程發酵產生H?和乙酸，但該過程熱力學不利，需要低H?分壓來驅動，證實了互養相互作用的重要性。

閾值H?濃度計算數據（來源：Fig. 3）

數據：基于熱力學方程計算，閾值H?濃度范圍為0.1-7.2 μM（對應H?分壓10-942 Pa）。

研究意義：提供了丁酸鹽發酵所需的最大H?濃度理論值，驗證了H?消耗的必要性，否則發酵無法進行。

溶解氫濃度數據（來源：Fig. 5，使用丹麥Unisense微電極測量）

數據：溶解H?濃度初始達12.4 μM，隨電流增加降至3.5 μM；電流急劇增加時，H?濃度驟降。

研究意義：直接證明H?的生產和消耗與電流生成同步，支持氫基互養機制——H?由產酸菌產生，被產乙酸菌消耗，從而促進外產電菌利用乙酸產電。

生物膜電導率數據（來源：Fig. 6）

數據：生物膜電導率為0.67 ± 0.14 mS/cm，基于MxC-3測量。

研究意義：表明生物膜具有高電導率，細胞外電子傳輸（EET）不是電流限制因素；計算顯示EET可支持高達30 A/m2的電流，但實際電流較低，提示細胞內電子傳輸是瓶頸。

微生物群落數據（來源：Fig. 4）

數據：生物膜中Geobacter占主導（83.6%），同時存在Sphaerochaeta和Treponema（產乙酸菌）；懸浮細胞中Pseudomonas和Aeromonas豐富。

研究意義：證實微生物互養網絡：Geobacter作為外產電菌，依賴產乙酸菌消耗H?以維持低H?分壓，使丁酸鹽發酵可行。群落結構支持氫基互養假設。

血清瓶測試數據（來源：Table 1）

數據：無陽極呼吸時，丁酸鹽降解緩慢，H?產量低（0.14 mL），且72小時后停止。

研究意義：強調陽極呼吸（電流產生）對驅動丁酸鹽發酵的關鍵作用；缺乏外產電菌時，互養中斷，發酵停滯。

研究結論

本研究得出以下核心結論：

丁酸鹽喂養的生物膜陽極具有高電導率（0.67 mS/cm），但電流密度較低（<2 A/m2），表明細胞內電子傳輸是主要限制步驟，而非細胞外電子傳輸。

氫基互養作用至關重要：丁酸鹽發酵產生H?和乙酸，產乙酸菌（如Sphaerochaeta和Treponema）消耗H?，維持低H?分壓，使熱力學不利的發酵得以進行；Geobacter作為主要外產電菌，利用乙酸產電。

原位溶解氫測量證實H?的生產和消耗動態與電流生成相關，支持互養模型。

微生物群落分析顯示互養伙伴的共存，但直接種間電子轉移（DIET）可能發生，但H?基互養在能量上更有利。

總體，研究強調了在發酵性底物處理中，優化互養相互作用對提高MxCs性能的重要性。

丹麥Unisense電極測量數據的詳細解讀

在本研究中，使用丹麥Unisense微電極系統（H?-100微傳感器）測量溶解氫濃度數據（Fig. 5）具有關鍵作用，其研究意義主要體現在：

提供了原位、高分辨率的氫動態證據：Unisense微電極能夠實時、原位測量生物膜附近的溶解氫濃度（檢測限0.3 μM），避免了取樣擾動。數據顯示H?濃度從12.4 μM降至3.5 μM，且與電流變化同步（電流增加時H?驟降），這直接捕獲了H?生產和消耗的瞬時動態，為氫基互養提供了最直接的實驗證據。

驗證了熱力學計算和互養機制：閾值H?濃度計算（Fig. 3）預測丁酸鹽發酵需要低H?分壓（<7.2 μM）。Unisense數據證實H?濃度始終低于閾值，且消耗迅速，表明產乙酸菌作為H?清除者有效維持了低H?環境，使丁酸鹽發酵在熱力學上可行。這連接了理論預測和實際生物過程，增強了機制的可信度。

揭示了電流產生與H?代謝的耦合：H?濃度變化與電流密度曲線高度相關——電流峰值對應H?消耗峰值，表明H?消耗驅動了乙酸生產，進而促進外產電菌產電。這證明了微生物互養網絡的功能：產酸菌產生H?，產乙酸菌消耗H?產生乙酸，外產電菌利用乙酸產電。

排除了其他H?消耗途徑：通過MxC-4實驗，H?作為直接電子供體時電流可忽略（0.03-0.24 A/m2），且無甲烷檢測，表明H?不是由產甲烷菌或外產電菌直接氧化，而是由產乙酸菌主導消耗。Unisense數據支持了這一結論，因為H?消耗與乙酸積累同步。

技術優勢確保數據可靠性：Unisense微電極的高精度和原位測量能力避免了傳統方法（如氣相色譜）的延遲和采樣誤差，提供了連續、真實的H?濃度數據。這使研究者能精確量化H?通量，并關聯微生物活動。

總之，丹麥Unisense電極數據不僅是測量工具，更是揭示微生物互養機制的關鍵。它通過提供原位H?濃度動態，令人信服地證明了氫基互養在丁酸鹽降解生物膜中的核心作用，為優化MxCs提供了深入見解。如果沒有這些數據，互養假設將缺乏直接證據，研究結論將較弱。